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May 28, 2024

Eigenschaften des Pflanzengewebes von Miscanthus x giganteus

Scientific Data Band 9, Artikelnummer: 308 (2022) Diesen Artikel zitieren 674 Zugriff auf Metrikdetails Als Teil einer Studie zur Identifizierung von Beziehungen zwischen Umweltvariablen und Insekten

Scientific Data Band 9, Artikelnummer: 308 (2022) Diesen Artikel zitieren

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Details zu den Metriken

Im Rahmen einer Studie zur Identifizierung von Beziehungen zwischen Umweltvariablen und Insektenverteilungen innerhalb einer Bioenergiepflanze wurden im Oktober 2016 an 33 Standorten innerhalb eines Feldes im Südosten von Georgia, USA, Proben von Riesenschilf (Miscanthus x giganteus) gesammelt. An jedem Standort wurde alle 3 bis 4 m eine Pflanzenprobe entlang eines 15 m langen Transekts entnommen, was zu 5 Wiederholungen pro Probenahmeort führte. Die Pflanzenproben wurden in Blätter und Stängel getrennt, getrocknet und gemahlen. Die chemische Zusammensetzung des gemahlenen Materials wurde durch Messung des gesamten Kohlenstoffs und Stickstoffs sowie der gesamten Makro- und Mikronährstoffe (Aluminium, Arsen, Bor, Kalzium, Cadmium, Kobalt, Chrom, Kupfer, Eisen, Kalium, Magnesium, Mangan, Molybdän, Natrium, Nickel, Phosphor, Blei, Schwefel, Selen, Silizium, Titan, Vanadium und Zink) unter Verwendung von induktiv gekoppeltem Plasma mit optischer Emissionsspektroskopie (ICP-OES) und optische Eigenschaften der wasserextrahierbaren organischen Substanz (WEOM) unter Verwendung von UV-sichtbarem und Fluoreszenz-Anregungs-Emissions-Matrix-Spektroskopie (EEM). Dieser Datensatz wird nützlich sein, um Beziehungen zwischen der chemischen Zusammensetzung von Riesen-Miscanthus-Geweben und der Schädlingsverteilung innerhalb eines Bioenergie-Pflanzenfelds zu identifizieren.

Messungen)

Chemische Zusammensetzung des Pflanzengewebes

Technologietyp(en)

induktiv gekoppeltes Plasma mit optischer Emissionsspektroskopie • UV-Vis- und Fluoreszenzspektroskopie

Probenmerkmal – Organismus

Miscanthus x giganteus

Probeneigenschaft – Umgebung

Bioenergie-Pflanzenfeld

Probenmerkmal – Standort

Vereinigte Staaten

Miscanthus x giganteus (oder Riesen-Miscanthus) ist ein mehrjähriges Gras, das zunehmend als Bioenergie-Rohstoff verwendet wird1. In den Vereinigten Staaten hat die Verwendung von Riesen-Miscanthus zugenommen, da die Produzenten nach produktiven Biorohstoff-Alternativen zu Mais (Zea mays)2 suchen, die sich besser für den Anbau in Randgebieten3 eignen. Da es sich um eine relativ neue Kulturpflanze handelt, verfügen wir jedoch nur über vorläufige Kenntnisse über Insektenschädlinge des Riesenschilf, einschließlich der Auslöser von Befall und Pflanzenreaktionen. Daher wurde 2015 und 2016 in Georgia, USA, eine Studie durchgeführt, um mehr über die Dynamik zwischen Insektenschädlingen, riesigen Chinaschilfpflanzen und breiteren Feldmerkmalen zu erfahren4. Diese Arbeit zeigte, dass Windgeschwindigkeit, Pflanzengesundheit und Böden wichtige Faktoren für die Anzahl phloemfressender Insekten sind, dass diese jedoch über Raum und Zeit variieren können. Der hier beschriebene Datensatz baut auf einem früheren Datensatz5 auf, um detaillierte chemische Eigenschaften von Geweben der Riesen-Miscanthus-Pflanze bereitzustellen, die mit den von Coffin et al.3,4 beschriebenen Studien in Zusammenhang stehen. Diese Daten werden für Forscher nützlich sein, die sich auf die Verbesserung des Wissens über die zuvor beschriebenen Beziehungen zwischen Arthropodengemeinschaften in Riesen-Miscanthus und die hier beschriebenen Gewebeeigenschaften von Riesen-Miscanthus-Pflanzen konzentrieren.

Im Rahmen einer im Jahr 2016 durchgeführten Studie wurden an 33 Stellen innerhalb eines Feldes Gewebeproben von riesigen Miscanthus-Blättern und -Stängeln gesammelt, die parallel zu gleichzeitigen Sammlungsbemühungen für Arthropoden stattfanden (Abb. 1). Feldmanagementpraktiken wurden zuvor von Coffin et al.3,4 beschrieben. Nach Abschluss der Arthropoden-Sammelkampagne4 wurden kreisförmige Parzellen (r ≈ 8 m) mit der Mitte jedes Probenahmeorts markiert und die Ernte in den umliegenden Gebieten geerntet. Die Sammlung von oberirdischem Pflanzengewebe erfolgte dann am 12. Oktober 2016 entlang eines 15 m langen Transekts, das sich auf die ungestörten Probenahmestellen konzentrierte, wobei alle ca. 3,75 m eine Probe entnommen wurde, was 5 Unterproben oder „Wiederholungen“ pro kreisförmiger Parzelle ergab.

Karte der Datenerfassungsorte von Miscanthus x giganteus. Mittleres Feld – Karte der Standorte für Pflanzengewebeproben4. Oberes linkes Nebenfeld – allgemeiner Studienort in TyTy, GA, gekennzeichnet durch einen grünen Stern. Unteres rechtes Nebenfeld – Diagramm typischer 15-m-Transekte (rote Linie in der Mitte, in Grau, die sich über jedes kreisförmige Grundstück erstreckt) und die Positionen der Probensammelpunkte (schwarze Kreuze) alle ca. 3,75 m entlang des Transektes zeigt.

Die Probenahmeorte wurden im Juni 2016 mithilfe eines GNSS-Empfängers (Global Navigation Satellite System) Trimble Geo7X und der Echtzeit-Kinematikkorrektur (RTK) Trimble® VRS Now festgelegt, gekennzeichnet und aufgezeichnet. Die Standortgenauigkeit wurde auf ±2 cm genau überprüft. Punkte wurden mit Esri ArcMap (Advanced-Lizenz, Version 10.5) in eine Geodatenbank importiert und mit der Universal Transverse Mercator (UTM), Zone 17 Nordprojektion, mit dem nordamerikanischen Datum von 1983 (NAD83) projiziert. Die Feldermittler navigierten zu den markierten Standorten, indem sie sie visuell vor Ort lokalisierten oder indem sie GNSS-Empfänger für den Freizeitgebrauch verwendeten, wobei die Standorte als Wegpunkte gespeichert wurden.

Miscanthus x giganteus wächst in Büscheln bambusartiger Stöcke. Von jedem der fünf Probenentnahmepunkte in jeder kreisförmigen Parzelle wurde ein einzelner Zuckerrohr auf Bodenhöhe abgeschnitten, einzeln beschriftet und zur Verarbeitung ins Labor gebracht (Abb. 2). Jeder Stiel wurde vom Schnitt an der Basis bis zum letzten Blattknoten gemessen und die Länge aufgezeichnet. Von jedem Stängel wurden grüne, vollständig entfaltete Blätter abgeschnitten, und Blätter und Stängel jeder Pflanze wurden in separate Papiertüten gegeben und bei 60 °C getrocknet. Die trockenen Blatt- und Stängelgewebe wurden gemahlen, um ein 1-mm-Sieb zu passieren (Wiley Mill Model 4, Thomas Scientific, Swedesboro, New Jersey, USA). Teilproben des gemahlenen Materials wurden auf Gesamtkohlenstoff (C) und Stickstoff (N) analysiert, zur Analyse der gesamten Makro- und Mikronährstoffe säureaufgeschlossen und zur spektroskopischen Analyse und Charakterisierung der wasserextrahierbaren organischen Substanz (WEOM) wasserextrahiert ) (Abb. 2).

Bilder von Feldproben und Diagramm der Verarbeitung von Pflanzengewebe. Mittleres Feld – Flussdiagramm, das die Verfahren zur Verarbeitung von Pflanzengewebe, die Arten der durchgeführten Analysen und die Art der generierten Daten beschreibt. Oberes linkes Nebenfeld – ebenerdiges Bild von kreisförmigen Parzellen mit Miscanthus x giganteus. Oberes rechtes Nebenfeld – einige Pflanzenproben am Tag der Sammlung.

Getrocknetes und gemahlenes Blatt- und Stängelmaterial (~4–6 mg) wurde durch Verbrennung auf den Gesamt-C- und N-Gehalt analysiert (Vario EL III, Elementar Americas Inc., Mt. Laurel, New Jersey, USA). Das Instrument wurde unter Verwendung eines Asparaginsäurestandards (36,08 % C ± 0,52 % und 10,53 % N ± 0,18 %) kalibriert. Die Validierung durch Einschluss von zwei Asparaginsäureproben als Kontrollen in jedem Autosampler-Karussell (80 Wells) ergab eine positive Nettoabweichung von 1,44 bzw. 1,68 % für C und N. Die mittleren C- und N-Konzentrationen und Standardabweichungen für den Probensatz sind in Tabelle 1 dargestellt.

Pflanzengewebeproben wurden auf eine Reihe von Makro- und Mikronährstoffen analysiert, darunter Aluminium (Al), Arsen (As), Bor (B), Kalzium (Ca), Cadmium (Cd), Kobalt (Co), Chrom (Cr) und Kupfer (Cu), Eisen (Fe), Kalium (K), Magnesium (Mg), Mangan (Mn), Molybdän (Mo), Natrium (Na), Nickel (Ni), Phosphor (P), Blei (Pb), Schwefel (S), Selen (Se), Silizium (Si), Titan (Ti), Vanadium (V) und Zink (Zn) unter Verwendung von induktiv gekoppeltem Plasma mit optischer Emissionsspektroskopie (ICP-OES). Proben (0,5 g) wurden mit 10 ml Salpetersäure (HNO3) in Spurenmetallqualität in einem Mikrowellenaufschlusssystem (Mars 6, CEM, Matthews, North Carolina, USA) aufgeschlossen. Während des Aufschlussverfahrens (CEM Mars 6 Plant Material Method) wurde die Ofentemperatur in 15 Minuten von Raumtemperatur auf 200 °C erhöht und 10 Minuten lang bei 200 °C gehalten. Die Druckgrenze der Aufschlussgefäße wurde auf 800 psi eingestellt, obwohl sie während der einzelnen Läufe nicht überwacht wurde. Probenvergärungsreste wurden quantitativ in Zentrifugenröhrchen überführt, mit 2 % HNO3 (zubereitet mit entionisiertem Wasser in Laborqualität) auf 50 ml verdünnt und 10 Minuten lang bei 2500 U/min zentrifugiert (Sorvall ST8-Zentrifuge, Thermo Fisher Scientific, San Jose, Kalifornien, USA). . Die Gärreste wurden in saubere Zentrifugenröhrchen dekantiert und mit einem iCAP 7400 ICP-OES Duo analysiert, das mit einem Charge-Injection-Device-Detektor (Thermo Fisher Scientific, San Jose, Kalifornien, USA) ausgestattet war. Ein Aliquot der verdauten Probe wurde mit einem CETAC ASX-520 Autosampler (Teledyne CETAC Technologies, Omaha, Nebraska, USA) aus dem Zentrifugenröhrchen abgesaugt und durch einen konzentrischen Röhrchenvernebler geleitet. Das resultierende Aerosol wurde dann unter Verwendung von Argon als Trägergas mit einer Flussrate von 0,5 l/min und einer Zerstäubergasflussrate von 0,7 l/min durch das Plasma gespült. Makro- und Mikronährstoffe wurden durch Überwachung der in Tabelle 2 angegebenen Emissionswellenlängen (Em λ) quantifiziert.

Das WEOM der riesigen Chinaschilf-Blätter und -Stängel wurde durch Extraktion des Pflanzenmaterials mit entionisiertem Wasser bei Raumtemperatur isoliert6. Die Wasserextraktionen wurden durchgeführt, indem etwa 0,2 g trockene, gemahlene Blätter und Stängel mit 100 ml entionisiertem Wasser in vorgewaschenen braunen 125-ml-Nalgene-Flaschen gemischt wurden. Alle für diese Extraktionen verwendeten braunen Nalgene-Flaschen wurden vorgewaschen, indem sie 24 Stunden lang in einer 10 %igen Salzsäurelösung eingeweicht und anschließend 24 Stunden lang in einer 10 %igen Natriumhydroxidlösung eingeweicht und gründlich mit entionisiertem Wasser gespült wurden. Die Flaschen mit der Extraktionslösung wurden 24 Stunden lang auf einem Orbitalschüttler bei 180 U/min geschüttelt. Der Extrakt wurde unter Verwendung von 0,45-µm-Glasfaserfiltern (GF/F, Whatman) in vorgewaschene braune 60-ml-Nalgene-Flaschen vakuumfiltriert. Die gefilterten Wasserextrakte, die das WEOM enthielten, wurden bis zur Analyse mittels UV-Vis- und Fluoreszenzspektroskopie im Dunkeln im Kühlschrank (4 °C) gelagert. Die Proben wurden unmittelbar vor der Analyse visuell untersucht, um sicherzustellen, dass sich während der Lagerung keine Kolloide oder Niederschläge gebildet hatten. Proben, die optisch trüb geworden waren, wurden erneut filtriert.

Am Tag der Analyse wurden die Wasserextrakte aus dem Kühlschrank genommen und auf Raumtemperatur erwärmen gelassen. Die chemischen Eigenschaften des WEOM wurden durch die Analyse der optischen Eigenschaften auf einem Aqualog-Spektrofluorometer (Horiba Scientific, New Jersey, USA) bewertet, das mit einer 150-W-Xenon-Bogenlampe mit kontinuierlicher Leistung ausgestattet war. Scans der Anregungs-Emissions-Matrix (EEM) wurden in einer 1-cm-Quarzküvette mit Anregungswellenlängen (Ex λ) aufgenommen, die mit einem Doppelgitter-Monochrometer von 240 bis 621 nm in 3-nm-Intervallen gescannt wurden. Emissionswellenlängen (Em λ) wurden von 246 bis 693 nm in 2-nm-Intervallen gescannt und Emissionsspektren wurden mit einem CCD-Detektor (Charge Coupled Device) gesammelt. Alle Fluoreszenzspektren wurden im Modus „Probe über Referenzverhältnis“ erfasst, um mögliche Schwankungen und Wellenlängenabhängigkeit der Anregungslampenleistung zu berücksichtigen. Die Proben wurden hinsichtlich des inneren Filtereffekts korrigiert7 und jede EEM-Probe wurde einer spektralen Subtraktion mit einem Blindwert aus entionisiertem Wasser unterzogen, um die Effekte aufgrund der Raman-Streuung zu entfernen. Um die Signalintensitäten sowohl für die Rayleigh-Linien erster als auch zweiter Ordnung zu entfernen, wurde eine Rayleigh-Maskierung angewendet. Die Instrumentenverzerrung im Zusammenhang mit der wellenlängenabhängigen Effizienz der optischen Komponenten des spezifischen Instruments (Gitter, Spiegel usw.) wurde von der Aqualog-Software nach jeder Spektralerfassung automatisch korrigiert. Die Fluoreszenzintensitäten wurden auf den Bereich unter dem Wasser-Raman-Peak normiert, der an jedem Tag der Analyse gesammelt wurde, und werden in Raman-normalisierten Intensitätseinheiten (RU) ausgedrückt. Die gesamte Proben-EEM-Verarbeitung wurde mit der Aqualog-Software (Version 4.0.0.86) durchgeführt.

Die aus den EEM-Scans erhaltenen optischen Daten wurden verwendet, um mehrere Indizes zu berechnen, die repräsentativ für die chemische Zusammensetzung von WEOM sind (Tabelle 3), einschließlich der Absorption bei 254 nm (Abs254), dem Verhältnis der Absorption bei 254 zu 365 nm (Abs254:365). Verhältnis der Absorption bei 280 bis 465 nm (Abs280:465), das Spektralsteigungsverhältnis (SR), der Fluoreszenzindex (FI), der Humifizierungsindex (HIX), der biologische Index (BIX) und der Frischeindex (β). :α). Der SR wurde als Verhältnis zweier spektraler Steigungsbereiche der Absorptionsspektren (275–295 und 350–400 nm)8 berechnet. Der FI wurde als Verhältnis der Emissionsintensitäten bei Em λ 470 und 520 nm bei einem Ex λ von 370 nm9 berechnet. Der HIX wurde berechnet, indem die Emissionsintensität im Bereich 435–480 nm durch die Summe der Emissionsintensitäten im Bereich 300–345 und 435–480 nm dividiert wurde, bei einem Ex λ von 255 nm10. Der BIX wurde als Verhältnis der Emissionsintensitäten bei 380 und 430 nm bei einem Ex λ von 310 nm11 berechnet. Der Frischeindex β:α wurde als Emissionsintensität bei 380 nm dividiert durch die maximale Emissionsintensität zwischen 420 und 432 nm bei einem Ex λ von 310 nm12 berechnet. Um das Riesen-Miscanthus-WEOM weiter zu charakterisieren, wurde auch die Fluoreszenzintensität bei bestimmten Anregungs-Emissions-Paaren identifiziert. Die hier identifizierten Fluoreszenzpeaks wurden zuvor für Oberflächenwasserproben und Wasserextrakte gemeldet13 und umfassen Peak A (Ex λ 260, Em λ 450), Peak C (Ex λ 340, Em λ 440) und Peak M (Ex λ 300, Em). λ 390), Peak B (Ex λ 275, Em λ 310) und Peak T (Ex λ 275, Em λ 340). Eine kurze Beschreibung dieser optischen Indizes finden Sie in Tabelle 3.

Die Datensätze umfassen Messungen der chemischen Zusammensetzung von Riesenmiscanthus-Blättern und -Stängeln sowie die WEOM-Charakterisierung. Jeder Datensatz enthält identifizierende Informationen zu seiner Probennummer, der kreisförmigen Parzellenposition, der Replikatnummer, den Breiten- und Längengradkoordinaten und dazu, ob die Probe aus Blatt- oder Stängelgewebe entnommen wurde. Die Messungen der chemischen Zusammensetzung umfassen die oben beschriebenen gesamten Makro- und Mikronährstoffe mit den entsprechenden MDL-Werten, Nährstoffkonzentrationen mit MDL-Werten, bei denen die tatsächlichen Werte unter dem MDL liegen, und die tatsächlichen Konzentrationswerte für jeden Nährstoff. Für jede Probe wird das Trockengewicht angegeben, und die C- und N-Konzentrationen werden als Prozentsatz des Trockengewichts angegeben. Bei Stielen wird die Länge angegeben. Für jede Aufzeichnung folgen spektroskopische Messungen, einschließlich der Absorption bei 254 nm (Abs254), der Verhältnisse der Absorption bei 254 und 365 nm (Abs254:365) und bei 280 und 465 nm (Abs280:465) sowie des spektralen Steigungsverhältnisses (SR). ), der Fluoreszenzindex (FI), der Humifizierungsindex (HIX), der biologische Index (BIX), der Frischeindex (β:α) und die Fluoreszenzintensitätspeaks A, C, M, B und T.

Datensätze werden in der USDA National Agricultural Library, Ag Data Commons Repository, archiviert und sind öffentlich verfügbar14. Datendateien enthalten identische Versionen der Daten in zwei Formaten: einer XLSX-Datei und einer XML-Datei. Eine Datenwörterbuch.txt-Datei stellt Metadaten für die XML-Version bereit, während eine identische Metadatenregisterkarte in der XLSX-Version enthalten ist.

Die spektroskopischen Rohdaten sind auf Anfrage als .dat-Dateien beim jeweiligen Autor erhältlich.

Alle Aufschlussgefäße wurden zwischen den Chargen mit Seife und Wasser gereinigt, gefolgt von der CEM Xpress Clean-Methode und einer gründlichen Spülung mit entionisiertem Wasser. Um die Aufschlussleistung und die Basisleistung des Mikrowellenaufschlusssystems zu ermitteln, wurde ein zertifiziertes Sojabohnenmehl-Referenzmaterial (CRM-SBM-S, High Purity Standards, North Charleston, South Carolina, USA) in zweifacher Ausfertigung mit jeder Charge aufgeschlossen (40 Proben pro Charge). ) und die durchschnittliche prozentuale Erholung für alle Makro- und Mikronährstoffe wurde berechnet. Alle Nährstoffe wurden mit einem Fehler von weniger als 10 % wiedergewonnen und die prozentualen Wiederfindungen reichten von 95 % für Al bis 109 % für Ca, Fe, Mg und Mo. Um die Genauigkeit der Verdauungs- und ICP-Analysen zu beurteilen und zu visualisieren, wurde ein Vergleich durchgeführt zwischen den tatsächlichen, zertifizierten Nährstoffkonzentrationen des Sojabohnenmehl-CRM (angegeben im Analysezertifikat) und den gemessenen CRM-Nährstoffkonzentrationen (Abb. 3). Die beobachteten geringen Standardabweichungen zwischen den tatsächlichen und gemessenen Konzentrationen weisen auf die Genauigkeit und Präzision der Verdauungs- und ICP-Verfahren hin.

Vergleich zwischen den wahren und den gemessenen Nährstoffkonzentrationen des Sojaschrot-CRM. Linkes Feld – gesamter Konzentrationsbereich für die quantifizierten Nährstoffe. Rechtes Feld – eine Erweiterung, die den niedrigen Konzentrationsbereich der quantifizierten Nährstoffe zeigt.

Alle zur Kalibrierung des ICP verwendeten Standards wurden gravimetrisch hergestellt und die Nährstoffkonzentrationen wurden in mg/kg (ppm) bestimmt. Zu Beginn jeder ICP-Sequenz wurde eine Kalibrierungskurve mit Kalibrierungsbereichen von 0,001 mg/kg bis 100 mg/kg erstellt. Aufgrund der variablen Konzentrationen in den Proben erforderten einige Nährstoffe niedrige (S, Se, Si und V) und hohe Kalibrierungspunkte (B, Cd, Co, Cr, Mo, Ni, Pb, Se, Ti, V und Zn). . Die Proben wurden mit 1- und 10-ppm-Kalibrierungsverifizierungsstandards getestet, die der Sequenz hinzugefügt wurden, um die Stabilität und Genauigkeit der Kalibrierung zu überwachen. Bei jeder Gerätesequenz wurden doppelte Analysen des Sojabohnenmehl-CRM durchgeführt, um Genauigkeit und Präzision zu überwachen.

Ein leerwertbasierter MDL wurde als mittlerer Blindwert plus t-fache Standardabweichung aller für diese Studie verdauten und analysierten Blindwerte berechnet. Der größere der beiden Werte MDL auf Leerwertbasis und niedriger Kalibrierungspunkt wurde mit dem Verdünnungsfaktor für jede Probe multipliziert, um genaue, probenspezifische Nachweisgrenzen für jeden Analyten zu ermitteln.

Obwohl optische Messungen einfach und unkompliziert sind, können sie durch viele Variablen beeinflusst werden, wie z. B. Inkonsistenzen bei der Probenvorbereitung (z. B. Filterporengröße, Probenlagerung und -konservierung), bei der Korrektur von Störungen (z. B. Probenverdünnung, Korrekturen des inneren Filters), und im Umgang mit Instrumentendrift (Lampenintensität). Der hier berichtete optische Datensatz wurde durch Befolgung eines dokumentierten, standardisierten Verfahrens für den Betrieb des Aqualog-Spektrofluorometers erhalten, um sicherzustellen, dass die gesammelten optischen Messungen nützlich und weitgehend vergleichbar sind15. An jedem Tag der Probenanalyse wurde das Gerät vor dem ersten Scan eine Stunde lang aufgewärmt. Die Lampenstunden wurden aufgezeichnet, sobald das Instrument eingeschaltet wurde. Da sich die Lampe mit der Zeit verschlechtert, wird sie unabhängig von der Betriebsdauer regelmäßig jährlich ausgetauscht (der Hersteller empfiehlt, die Lampe nach 1000 Betriebsstunden auszutauschen). Beim Umgang mit den Küvetten und Proben wurden stets Handschuhe getragen. Alle Laborrohlinge und Probenverdünnungen wurden mit entionisiertem Wasser (18,2 MΩ Widerstand, ≤ 5 ppb organisches Gesamt-C) hergestellt, das mit einem Wasseraufbereitungssystem Milli-Q Advantage A10 (Millipore Sigma, Burlington, Massachusetts, USA) hergestellt wurde. Um eine Kontamination der Probe durch bakterielles Durchbrechen aus Harzbetten, aktiviertem C und Filtern zu vermeiden, wurde das im Labor verwendete Wasseraufbereitungssystem regelmäßig gewartet und auf Hintergrund-C und Bakterienwachstum überwacht. Die Küvette wurde zwischen jeder Probe mit reichlich entionisiertem Wasser gespült.

Um die Geräteleistung zu verfolgen und aufrechtzuerhalten, wurden an jedem Analysetag zwei Validierungsexperimente durchgeführt: der Anregungsvalidierungsscan und der Wasser-Raman-Signal-Rausch-Verhältnis- und Emissionskalibrierungsscan. Der Anregungsvalidierungsscan wurde verwendet, um die Lampenleistung und die Peakposition bei 467 ± 1 nm zu überprüfen. Der Wasser-Raman-Signal-Rausch- und Emissionskalibrierungsscan untersucht die Wellenlängenkalibrierung des CCD-Detektors und besteht aus dem Emissionsscan des Raman-Streubandes von Wasser15. Dieser Scan wurde verwendet, um die Peak-Position des Wasser-Raman bei 397 ± 1 nm zu verifizieren, und die Raman-Peak-Fläche wurde verwendet, um die Fluoreszenzsignale zu normalisieren, wodurch Daten erzeugt wurden, die mit verschiedenen Instrumenten verglichen werden können. An jedem Analysetag wurden mehrere Laborleerwerte (6–9) analysiert, um das mit dem Gerät, der Küvette und dem entionisierten Wasser in Abwesenheit von fluoreszierendem WEOM verbundene Signal zu erhalten. Die täglichen Leerwerte wurden vom Analysesatz am selben Tag abgezogen.

Bei optischen Messungen hochkonzentrierter Proben können Messfehler wie innere Filtereffekte auftreten7. Es wurde festgestellt, dass der innere Filtereffekt linear und für natürliche Wasserproben korrigierbar ist, wenn der Abs254 bei Messung in einer 1-cm-Küvette zwischen 0,03 und 0,3 Absorptionseinheiten (AU) liegt10,16. Um das für diesen Datensatz verwendete Korrekturverfahren zu standardisieren, wurden die WEOM-Proben zunächst bei voller Konzentration analysiert und der Abs254-Wert aufgezeichnet. Wenn der Abs254-Wert 0,3 AU überstieg, wurde die Probe auf eine Konzentration verdünnt, bei der der Abs254-Wert im Bereich von 0,3–0,3 AU lag, und es wurden Korrekturen für den inneren Filtereffekt vorgenommen.

In Bezug auf die Makro- und Mikronährstoffdaten: Um festzustellen, welche Konzentrationsdatensätze niedriger als der entsprechende MDL sind, kann ein Vergleich der Felder XX_Conc_MDL und XX_Conc_True durchgeführt werden, wobei die betroffenen Datensätze wahr sind, wenn XX_Conc_True kleiner als XX_Conc_MDL ist (XX ist der Elementname). ).

Die Daten können mit einem geografischen Informationssystem (GIS) verwendet werden, in dem Längen- und Breitengradkoordinaten wie oben beschrieben projiziert werden. Da im Feld keine genauen Probenpunktpositionen entlang von Transekten gemessen wurden, wird den Benutzern empfohlen, die Replikationswerte so zu betrachten, dass sie sich auf die Fläche des kreisförmigen Grundstücks (r ≈ 8 m) an der einzelnen Probenahmestelle beziehen, die durch die Koordinaten bereitgestellt wird.

Für die Generierung oder Analyse dieser Daten wurde kein benutzerdefinierter Code verwendet.

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Referenzen herunterladen

Diese Forschung wurde vom US-Landwirtschaftsministerium (USDA-ARS), Nationales Programm 211, Wasserverfügbarkeit und Wassereinzugsgebietsmanagement, Projekt Nr. 6048-13000-026-00D, finanziert. Diese Forschung ist ein Beitrag des Netzwerks Long-Term Agroecosystem Research (LTAR), das vom USDA unterstützt wird. Die Autoren danken den folgenden Forschungstechnikern des USDA-ARS Southeast Watershed Research Laboratory für die Unterstützung: Sally Belflower, Rex Blanchett, Lorine Lewis, Josie McCully, Josh Moore, Coby Smith und Margie Whittle.

USDA-ARS, Southeast Watershed Research Laboratory, Tifton, GA, USA

Oliva Pisani, Dan Liebert, Timothy C. Strickland und Alisa W. Coffin

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OP, TCS und AWC konzipierten und gestalteten die Forschung; OP, DL, TCS und AWC führten die Experimente durch und sammelten die Daten; OP, DL, TCS und AWC verarbeiteten, fassten zusammen und kuratierten die Daten; OP, DL, TCS und AWC haben den ersten Entwurf des Manuskripts geschrieben; OP und AWC überprüften und überarbeiteten das Manuskript.

Korrespondenz mit Oliva Pisani.

Die Autoren geben an, dass keine Interessenkonflikte bestehen.

Anmerkung des Herausgebers Springer Nature bleibt hinsichtlich der Zuständigkeitsansprüche in veröffentlichten Karten und institutionellen Zugehörigkeiten neutral.

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Nachdrucke und Genehmigungen

Pisani, O., Liebert, D., Strickland, TC et al. Eigenschaften des Pflanzengewebes von Miscanthus x giganteus. Sci Data 9, 308 (2022). https://doi.org/10.1038/s41597-022-01424-0

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Eingegangen: 07. Oktober 2021

Angenommen: 23. Mai 2022

Veröffentlicht: 15. Juni 2022

DOI: https://doi.org/10.1038/s41597-022-01424-0

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